大家好，今天给大家分享一篇题为“Discri mina tion of cell-intrinsic and environ ment-depen dent effects of natural genetic variation on Kupffer cell epige nomes and transcri ptomes”（自然遗传变异对库普弗细胞表观基因组和转录组的细胞内在和环境依赖性影响的鉴别）非编码遗传变异的常见形式，包括单核苷酸多态性 (SNP) 和短插入和缺失 (indel)，可以通过改变增强子和启动子内转录因子的 DNA 识别元件的序列来改变基因表达。
01
研究背景
非编码遗传变异驱动表型多样性，但潜在机制和受影响的细胞类型尚不完全清楚。在这里，研究自然遗传变异对来自近交系小鼠品系的 Kupffer 细胞的表观基因组和转录组的影响，确定了影响 Kupffer 细胞表型的菌株特异性环境因素，包括来自脂肪性肝炎耐药菌株的 Kupffer 细胞中的瘦素信号传导。
通过分析F1杂交小鼠和移植到免疫缺陷宿主中的细胞，解决了遗传变异的细胞自主和非细胞自主效应。在体内平衡期间，遗传变异的非细胞自主反式效应主导了对 Kupffer 细胞的控制，而对急性脂多糖注射的菌株特异性反应主要由顺式作用效应的作用主导，这些作用修饰了谱系决定和信号依赖性转录因子的反应元件。这些发现表明，表观遗传景观报告了遗传变异的反式效应，并可作为更深入地分析体外Kupffer细胞和巨噬细胞转录的遗传控制的资源。
见图一
原代小鼠巨噬细胞的基因环境转录调控。
图一
a，来自指定菌株的 BMDM 和 Kupffer 细胞的 RNA-seq 数据的全局主成分分析。数据代表表达高于 TPM 阈值 8 的任何基因;n = 每组 2;PC，主部件;KC， Kupffer细胞。
b–d，从指定菌株纯化的 Kupffer 细胞的 RNA-seq 数据的平均 TPM 和 DeSeq2 log2（倍数变化）（log2 （FC））值的比较。差异表达基因的鉴定对数2（倍数变化）为 >1，调整后的 P 值为 <0.05，TPM 为 >8，使用 DeSeq2 P 值（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次测试校正的 Wald 检验）和 HOMER（TPM 归一化）;DEG，差异表达基因。
e–j，BMDM（e、f 和 g）和 Kupffer 细胞（h、i 和 j）中代表性基因的表达被鉴定为 A/J 特异性（左;e 和 h）、BALB/cJ 特异性（中;f 和 i） 或特定于 C57BL/6J（右;g 和 j）。如果基因在一个菌株中的表达水平明显高于其他两种菌株，则将其定义为菌株特异性。数据表示平均 TPM。
k–m，菌株特异性基因的基因本体富集，定义为与其他两种菌株相比，一个菌株的表达显著增加（log2（倍数变化）> 1，校正P<0.05），例如，A/J小鼠相对于BALB/cJ小鼠和A/J小鼠相对于C57BL/6J小鼠的表达增加;n = 2 用于转录分析的每个亚组。
见图二
自然遗传变异对Kupffer细胞表观基因组的局部和全局影响。
图二
a，ATAC-seq信号在所有菌株的不可重复发现率（IDR）ATAC-seq峰集下的log2（标签计数）散点图;n = 每组 4。
b， H3K27ac ChIP–seq 信号在所有菌株的 IDR ATAC-seq 峰联合集处的对数2（标签计数）散点图;标签以 IDR 峰中间为中心的 1,000 个碱基对 （bp） 的窗口大小进行注释;每组 n = 3。
c， 每个菌株的活性和可及基因组位点重叠。可访问位点定义为具有 >16 个 HOMER 归一化 ATAC-seq 标签的位点。活性位点定义为具有 >32 个 HOMER 归一化 H3K27ac ChIP–seq 标签的位点。
d， 与转录激活相关的菌株特异性表观遗传信号。附近增强子的 Cd300e 表达和 H3K27ac 乙酰化对 A/J Kupffer 细胞具有特异性。Trem2 优先在 BALB/cJ Kupffer 细胞中表达，并且与内含子增强子的乙酰化增加有关。Irak3 优先在 C57BL/6J Kupffer 细胞中表达，并与 C57BL/6J 特异性 ATAC-seq 峰和附近增强子的乙酰化增加相关;KB，千碱基。
e， 增强子被归类为ATAC-seq和H3K27ac ChIP–seq数据的相似菌株或特异菌株。该表表示在IDR峰的200 bp范围内，每个倍数变化临界值内含有局部遗传变异的增强子的百分比。
f，与菌株特异性活性增强子相关的基序，定义为菌株特异性增加的 H3K27ac 位点。
g， 菌株差异可及性和活性增强子的MAGGIE基序突变分析。
见图三
使用网络分析预测的肝脏Kupffer细胞生态位差异。
图三
a，来自指定细胞类型的Kupffer细胞（左）或生态位伴侣细胞（右）的配体对受体的基因表达（右侧的“A”，“B”和“C”注释分别表示A/J，BALB / cJ和C57BL / 6J小鼠的表达）;Hep，肝细胞;HSC，造血干细胞。
b， 各菌株的NicheNet配体活性得分最高。将显著性归一化为菌株间的 z 评分;对于Kupffer细胞RNA-seq，n = 每组 2 个样本，对于生态位伴侣细胞 RNA-seq，每亚组 n = 4 个样本。
c， Circos图显示了来自b的前6个NicheNet配体的基因靶点。箭头的宽度表示给定配体-靶基因对的 NicheNet 激活分数。
d， 肝细胞中瘦素受体的菌株特异性表达。P 值推导自 DESeq2（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次检验校正的 Wald 检验）;对于Kupffer细胞RNA-seq，n = 每组2个样本，对于生态位伴侣细胞RNA-seq，每亚组n = 4个样本;NS，不显著。
e，通过腹膜内途径注射每公斤（体重）瘦素 1 毫克的小鼠肝组织中总和磷酸化 STAT3 的免疫印迹评估。数据代表了三个实验。
f，编码瘦素受体的基因在来自健康 C57BL/6J 小鼠（左）的 Kupffer 细胞和髓系细胞（包括巨噬细胞和单核细胞）中表达，这些细胞从喂食胰岛淀粉样蛋白肝 NASH （AMLN） NASH 诱导饮食的小鼠中分离出 20 周。采用单因素方差分析（ANOVA）分析数据;P = 5.5 × 10–3; n = 每个子组 2 个样本。
g，在用白喉毒素耗尽常驻 Kupffer 细胞后，在特定时间点重新填充肝脏的胚胎来源的 Kupffer 细胞（最右边）和骨髓来源的单核细胞中编码瘦素受体的基因的表达。采用单因素方差分析分析数据;P = 4.9 × 10–5; n = 2 个 Ly6C 样本你好单核细胞，DT48 h，DT3 d和DT14 d亚组;DT24 h、DT7 d 和 Kupffer 细胞亚组的 n= 3 个样本。
见图四
细胞自主和非细胞自主反式相互作用导致Kupffer细胞的基因表达差异。
图四
a，具有明显偏倚基因的 F1 杂交小鼠的差异等位基因表达（左）或具有叠加 F0 菌株特异性基因的 F1 杂交小鼠的等位基因表达（右）。深色圆点代表F0小鼠中具有菌株特异性偏倚和F1杂交小鼠中具有等位基因偏倚的基因。浅色圆点表示在F1杂交小鼠中失去菌株特异性的基因。数据以“MA图”格式呈现。在 x 轴上，数据描绘了所显示比较样本之间的对数2 转换平均 TPM。在 y 轴上，数据描述了使用 DeSeq2 计算的相对表达差异（对数2（倍数变化））。
b，使用来自亲本小鼠的 Kupffer 细胞（x 轴）与来自 F1 小鼠的 Kupffer 细胞（y 轴）的基因表达比率的比较。在两次比较中保持表达差异的基因被标记为“顺式”并呈红色;在亲本细胞中差异表达且在 F1 细胞中没有等位基因偏倚的基因被标记为“反式”并呈浅紫色;在亲本数据中表达相似且具有等位基因偏倚的基因被标记为“混合”并呈深紫色;在两次比较中表达相似的基因被标记为“相同”，颜色为浅米色。
c， 顺式和反式基因相关亲本品系等位基因倍数变化的累积分布。
d， BALB/cJ和C57BL/6J特异性反式基因的基因本体富集。
e， 与 BALB/cJ- 或 C57BL/6J 特异性反式基因相关的启动子中的 HOMER de novo 基序富集。
f，用于预测 Kupffer 细胞菌株特异性基因表达的细胞自主和非细胞自主模式的所选策略的实验示意图。
g，UpSet图显示了BALB/cJ和C57BL/6J菌株特异性基因在亲本、F0-NSG移植和F1-NSG移植条件下的交叉点。垂直条形图表示一组基因的数量，图下方的彩色圆点表示共享一组给定差异基因的实验。
h， F1 和 NSG 模型中发现的反式基因重叠。反式基因被鉴定为b。NSG反式基因被过滤，仅考虑携带突变的基因，从而可以区分F1 Kupffer细胞中的等位基因读数。
见图五
表观遗传位点的顺式和反式分析揭示了反式转录多样性的上游调节因子。
图五
a，使用来自亲本小鼠（x 轴）和 F1 杂交小鼠（y 轴）的 Kupffer 细胞的 ATAC-seq（左）和 H3K27ac ChIP-seq（右）标签比率的比较。考虑所有携带突变的IDR ATAC-seq峰进行分析。在两次比较中，ATAC-seq标签差异保持不变的峰被标记为“cis”并涂成红色;在亲本细胞中具有差异ATAC-seq标签但在F1模型中没有的峰被标记为“反式”并呈紫色;在亲本数据中具有相似ATAC-seq标签的峰和F1小鼠ATAC-seq标签中具有等位基因偏差的峰被标记为“混合”并呈深紫色;在两个比较中，具有相似ATAC-seq标签的峰被标记为“相同”，并呈米色。
b，IDR ATAC-seq峰下的等位基因ATAC-seq和H3K27ac ChIP–seq读数与至少一个样品中至少16个ATAC-seq和H3K27ac读数的相关性。
c，在至少一个样品中，在 TPM > 4 表达的转录本和具有大于 8 个 H3K27ac ChIP-seq reads 的启动子的等位基因 RNA-seq 读长和启动子 H3K27ac ChIP–seq 读长的相关性。
d，反式 BALB/cJ 特异性增强子（y 轴）和反式 C57BL/6J H3K27ac 增强子（x 轴）中已知转录因子基序的富集评分。
e， 与 C57BL/6J 或 BALB/cJ 反式基因相关的活性增强子 （>32 H3K27ac 标签） 的从头基序富集。
f， 反式调控基因上游的反式调控表观遗传位点的例子。菌株不变的 NF-κB 基序位于 C57BL/6J 反式基因 H2-Ab1 上游的反式调节 C57BL/6J 特异性增强子内（左）。在核心结合序列之外发生突变的 AP-1 基序位于 BALB/cJ 特异性反式基因 Cxcr4 上游的反式调节 BALB/cJ 特异性增强子中（右）。彩色轨迹/条形表示 BALB/cJ（蓝色）或 C57BL/6J（绿色）数据。
见图六
菌株对LPS的特异性反应，由基序亲和力的顺式作用变化决定。
图六
a，C57BL/6J（x轴）和BALB/cJ（y轴）Kupffer细胞对LPS的转录反应比较。在Kupffer细胞分离之前，通过腹腔注射用0.1mg/kg（体重）LPS处理小鼠2小时。如果基因的表达与绝对对数2（倍数变化）> 1 不同，并且调整后的 P <为 0.05，则认为基因差异表达。将基因分离为 C57BL/6J 或 BALB/cJ 特异性 LPS 诱导的基因（分别为绿色和蓝色）或“相同”，如果 LPS 在 C57BL/6J 和 BALB/cJ Kupffer 细胞中诱导等效的表达变化（紫色）;n = 每个子组 2 个样本。
b， C57BL/6J（x轴）和BALB/cJ（y轴）Kupffer细胞中ATAC-seq对LPS响应的比较;基础 C57BL/6J 和 BALB/cJ ATAC-seq 数据的 n = 4 个样本，LPS 处理的 C57BL/6J 和 BALB/cJ ATAC-seq 数据的 n = 2 和 n = 3。
c，对LPS的菌株相似和菌株差异转录反应的例子。星号 （*） 表示 DESeq2 调整后的 P 值为 <0.05（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次检验校正的 Wald 检验），用于比较 LPS 和基础条件;对于LPS处理的RNA-seq数据，每组n = 2只小鼠;CTRL，控制;Padj， 调整后的P值;BALB，BALB/cJ;C57， C57BL/6J。
d， 与“低基础”、“等基础”和“高基础”基因相关的附近增强子的 ATAC-seq 信号。
e， ATAC-seq信号在“低基础”、“等基础”和“高基础”复合增强子中的分布。
f， 每个基础可及性类别中的增强子数量。
g，比较与每类增强子相关的菌株之间的基序评分的MAGGIE基序突变分析。“基序突变”是指一种菌株相对于比较菌株的基序分数降低。热图 P 值是指 LPS 非响应菌株中相对于响应菌株的基序分数。
h，在从用LPS处理的小鼠中分离出的CB6F1 / J Kupffer细胞中进行的顺式和反式增强子分析与顺式和反式增强子分析的三个增强子类别的重叠;第 < 3 页× 10–24（基础状态与顺式/反式调节关联的 Pearson 卡方 P 值）。
02
研究结论
系统分析A/J、BALB/cJ和C57BL/6J小鼠Kupffer细胞的转录组和调控格局，NSG嵌合体和F1杂交小鼠揭示了稳态条件下自然遗传变异的显性反式效应和对LPS反应的显性顺式效应。由此产生的转录组学和基因组数据集是进一步了解遗传变异影响组织驻留巨噬细胞表型的机制以及对巨噬细胞发挥致病或保护作用的疾病的易感性的宝贵资源。
好了，今天的文献解读就到这儿来，我们下期再见！如果你正在开展临床研究.需要方案设计.数据管理. 数据分析等支持.也随时可以联系我们。
01
研究背景
非编码遗传变异驱动表型多样性，但潜在机制和受影响的细胞类型尚不完全清楚。在这里，研究自然遗传变异对来自近交系小鼠品系的 Kupffer 细胞的表观基因组和转录组的影响，确定了影响 Kupffer 细胞表型的菌株特异性环境因素，包括来自脂肪性肝炎耐药菌株的 Kupffer 细胞中的瘦素信号传导。
通过分析F1杂交小鼠和移植到免疫缺陷宿主中的细胞，解决了遗传变异的细胞自主和非细胞自主效应。在体内平衡期间，遗传变异的非细胞自主反式效应主导了对 Kupffer 细胞的控制，而对急性脂多糖注射的菌株特异性反应主要由顺式作用效应的作用主导，这些作用修饰了谱系决定和信号依赖性转录因子的反应元件。这些发现表明，表观遗传景观报告了遗传变异的反式效应，并可作为更深入地分析体外Kupffer细胞和巨噬细胞转录的遗传控制的资源。
见图一
原代小鼠巨噬细胞的基因环境转录调控。
图一
a，来自指定菌株的 BMDM 和 Kupffer 细胞的 RNA-seq 数据的全局主成分分析。数据代表表达高于 TPM 阈值 8 的任何基因;n = 每组 2;PC，主部件;KC， Kupffer细胞。
b–d，从指定菌株纯化的 Kupffer 细胞的 RNA-seq 数据的平均 TPM 和 DeSeq2 log2（倍数变化）（log2 （FC））值的比较。差异表达基因的鉴定对数2（倍数变化）为 >1，调整后的 P 值为 <0.05，TPM 为 >8，使用 DeSeq2 P 值（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次测试校正的 Wald 检验）和 HOMER（TPM 归一化）;DEG，差异表达基因。
e–j，BMDM（e、f 和 g）和 Kupffer 细胞（h、i 和 j）中代表性基因的表达被鉴定为 A/J 特异性（左;e 和 h）、BALB/cJ 特异性（中;f 和 i） 或特定于 C57BL/6J（右;g 和 j）。如果基因在一个菌株中的表达水平明显高于其他两种菌株，则将其定义为菌株特异性。数据表示平均 TPM。
k–m，菌株特异性基因的基因本体富集，定义为与其他两种菌株相比，一个菌株的表达显著增加（log2（倍数变化）> 1，校正P<0.05），例如，A/J小鼠相对于BALB/cJ小鼠和A/J小鼠相对于C57BL/6J小鼠的表达增加;n = 2 用于转录分析的每个亚组。
见图二
自然遗传变异对Kupffer细胞表观基因组的局部和全局影响。
图二
a，ATAC-seq信号在所有菌株的不可重复发现率（IDR）ATAC-seq峰集下的log2（标签计数）散点图;n = 每组 4。
b， H3K27ac ChIP–seq 信号在所有菌株的 IDR ATAC-seq 峰联合集处的对数2（标签计数）散点图;标签以 IDR 峰中间为中心的 1,000 个碱基对 （bp） 的窗口大小进行注释;每组 n = 3。
c， 每个菌株的活性和可及基因组位点重叠。可访问位点定义为具有 >16 个 HOMER 归一化 ATAC-seq 标签的位点。活性位点定义为具有 >32 个 HOMER 归一化 H3K27ac ChIP–seq 标签的位点。
d， 与转录激活相关的菌株特异性表观遗传信号。附近增强子的 Cd300e 表达和 H3K27ac 乙酰化对 A/J Kupffer 细胞具有特异性。Trem2 优先在 BALB/cJ Kupffer 细胞中表达，并且与内含子增强子的乙酰化增加有关。Irak3 优先在 C57BL/6J Kupffer 细胞中表达，并与 C57BL/6J 特异性 ATAC-seq 峰和附近增强子的乙酰化增加相关;KB，千碱基。
e， 增强子被归类为ATAC-seq和H3K27ac ChIP–seq数据的相似菌株或特异菌株。该表表示在IDR峰的200 bp范围内，每个倍数变化临界值内含有局部遗传变异的增强子的百分比。
f，与菌株特异性活性增强子相关的基序，定义为菌株特异性增加的 H3K27ac 位点。
g， 菌株差异可及性和活性增强子的MAGGIE基序突变分析。
见图三
使用网络分析预测的肝脏Kupffer细胞生态位差异。
图三
a，来自指定细胞类型的Kupffer细胞（左）或生态位伴侣细胞（右）的配体对受体的基因表达（右侧的“A”，“B”和“C”注释分别表示A/J，BALB / cJ和C57BL / 6J小鼠的表达）;Hep，肝细胞;HSC，造血干细胞。
b， 各菌株的NicheNet配体活性得分最高。将显著性归一化为菌株间的 z 评分;对于Kupffer细胞RNA-seq，n = 每组 2 个样本，对于生态位伴侣细胞 RNA-seq，每亚组 n = 4 个样本。
c， Circos图显示了来自b的前6个NicheNet配体的基因靶点。箭头的宽度表示给定配体-靶基因对的 NicheNet 激活分数。
d， 肝细胞中瘦素受体的菌株特异性表达。P 值推导自 DESeq2（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次检验校正的 Wald 检验）;对于Kupffer细胞RNA-seq，n = 每组2个样本，对于生态位伴侣细胞RNA-seq，每亚组n = 4个样本;NS，不显著。
e，通过腹膜内途径注射每公斤（体重）瘦素 1 毫克的小鼠肝组织中总和磷酸化 STAT3 的免疫印迹评估。数据代表了三个实验。
f，编码瘦素受体的基因在来自健康 C57BL/6J 小鼠（左）的 Kupffer 细胞和髓系细胞（包括巨噬细胞和单核细胞）中表达，这些细胞从喂食胰岛淀粉样蛋白肝 NASH （AMLN） NASH 诱导饮食的小鼠中分离出 20 周。采用单因素方差分析（ANOVA）分析数据;P = 5.5 × 10–3; n = 每个子组 2 个样本。
g，在用白喉毒素耗尽常驻 Kupffer 细胞后，在特定时间点重新填充肝脏的胚胎来源的 Kupffer 细胞（最右边）和骨髓来源的单核细胞中编码瘦素受体的基因的表达。采用单因素方差分析分析数据;P = 4.9 × 10–5; n = 2 个 Ly6C 样本你好单核细胞，DT48 h，DT3 d和DT14 d亚组;DT24 h、DT7 d 和 Kupffer 细胞亚组的 n= 3 个样本。
见图四
细胞自主和非细胞自主反式相互作用导致Kupffer细胞的基因表达差异。
图四
a，具有明显偏倚基因的 F1 杂交小鼠的差异等位基因表达（左）或具有叠加 F0 菌株特异性基因的 F1 杂交小鼠的等位基因表达（右）。深色圆点代表F0小鼠中具有菌株特异性偏倚和F1杂交小鼠中具有等位基因偏倚的基因。浅色圆点表示在F1杂交小鼠中失去菌株特异性的基因。数据以“MA图”格式呈现。在 x 轴上，数据描绘了所显示比较样本之间的对数2 转换平均 TPM。在 y 轴上，数据描述了使用 DeSeq2 计算的相对表达差异（对数2（倍数变化））。
b，使用来自亲本小鼠的 Kupffer 细胞（x 轴）与来自 F1 小鼠的 Kupffer 细胞（y 轴）的基因表达比率的比较。在两次比较中保持表达差异的基因被标记为“顺式”并呈红色;在亲本细胞中差异表达且在 F1 细胞中没有等位基因偏倚的基因被标记为“反式”并呈浅紫色;在亲本数据中表达相似且具有等位基因偏倚的基因被标记为“混合”并呈深紫色;在两次比较中表达相似的基因被标记为“相同”，颜色为浅米色。
c， 顺式和反式基因相关亲本品系等位基因倍数变化的累积分布。
d， BALB/cJ和C57BL/6J特异性反式基因的基因本体富集。
e， 与 BALB/cJ- 或 C57BL/6J 特异性反式基因相关的启动子中的 HOMER de novo 基序富集。
f，用于预测 Kupffer 细胞菌株特异性基因表达的细胞自主和非细胞自主模式的所选策略的实验示意图。
g，UpSet图显示了BALB/cJ和C57BL/6J菌株特异性基因在亲本、F0-NSG移植和F1-NSG移植条件下的交叉点。垂直条形图表示一组基因的数量，图下方的彩色圆点表示共享一组给定差异基因的实验。
h， F1 和 NSG 模型中发现的反式基因重叠。反式基因被鉴定为b。NSG反式基因被过滤，仅考虑携带突变的基因，从而可以区分F1 Kupffer细胞中的等位基因读数。
见图五
表观遗传位点的顺式和反式分析揭示了反式转录多样性的上游调节因子。
图五
a，使用来自亲本小鼠（x 轴）和 F1 杂交小鼠（y 轴）的 Kupffer 细胞的 ATAC-seq（左）和 H3K27ac ChIP-seq（右）标签比率的比较。考虑所有携带突变的IDR ATAC-seq峰进行分析。在两次比较中，ATAC-seq标签差异保持不变的峰被标记为“cis”并涂成红色;在亲本细胞中具有差异ATAC-seq标签但在F1模型中没有的峰被标记为“反式”并呈紫色;在亲本数据中具有相似ATAC-seq标签的峰和F1小鼠ATAC-seq标签中具有等位基因偏差的峰被标记为“混合”并呈深紫色;在两个比较中，具有相似ATAC-seq标签的峰被标记为“相同”，并呈米色。
b，IDR ATAC-seq峰下的等位基因ATAC-seq和H3K27ac ChIP–seq读数与至少一个样品中至少16个ATAC-seq和H3K27ac读数的相关性。
c，在至少一个样品中，在 TPM > 4 表达的转录本和具有大于 8 个 H3K27ac ChIP-seq reads 的启动子的等位基因 RNA-seq 读长和启动子 H3K27ac ChIP–seq 读长的相关性。
d，反式 BALB/cJ 特异性增强子（y 轴）和反式 C57BL/6J H3K27ac 增强子（x 轴）中已知转录因子基序的富集评分。
e， 与 C57BL/6J 或 BALB/cJ 反式基因相关的活性增强子 （>32 H3K27ac 标签） 的从头基序富集。
f， 反式调控基因上游的反式调控表观遗传位点的例子。菌株不变的 NF-κB 基序位于 C57BL/6J 反式基因 H2-Ab1 上游的反式调节 C57BL/6J 特异性增强子内（左）。在核心结合序列之外发生突变的 AP-1 基序位于 BALB/cJ 特异性反式基因 Cxcr4 上游的反式调节 BALB/cJ 特异性增强子中（右）。彩色轨迹/条形表示 BALB/cJ（蓝色）或 C57BL/6J（绿色）数据。
见图六
菌株对LPS的特异性反应，由基序亲和力的顺式作用变化决定。
图六
a，C57BL/6J（x轴）和BALB/cJ（y轴）Kupffer细胞对LPS的转录反应比较。在Kupffer细胞分离之前，通过腹腔注射用0.1mg/kg（体重）LPS处理小鼠2小时。如果基因的表达与绝对对数2（倍数变化）> 1 不同，并且调整后的 P <为 0.05，则认为基因差异表达。将基因分离为 C57BL/6J 或 BALB/cJ 特异性 LPS 诱导的基因（分别为绿色和蓝色）或“相同”，如果 LPS 在 C57BL/6J 和 BALB/cJ Kupffer 细胞中诱导等效的表达变化（紫色）;n = 每个子组 2 个样本。
b， C57BL/6J（x轴）和BALB/cJ（y轴）Kupffer细胞中ATAC-seq对LPS响应的比较;基础 C57BL/6J 和 BALB/cJ ATAC-seq 数据的 n = 4 个样本，LPS 处理的 C57BL/6J 和 BALB/cJ ATAC-seq 数据的 n = 2 和 n = 3。
c，对LPS的菌株相似和菌株差异转录反应的例子。星号 （*） 表示 DESeq2 调整后的 P 值为 <0.05（使用 Benjamini-Hochberg 方法进行多次检验校正的 Wald 检验），用于比较 LPS 和基础条件;对于LPS处理的RNA-seq数据，每组n = 2只小鼠;CTRL，控制;Padj， 调整后的P值;BALB，BALB/cJ;C57， C57BL/6J。
d， 与“低基础”、“等基础”和“高基础”基因相关的附近增强子的 ATAC-seq 信号。
e， ATAC-seq信号在“低基础”、“等基础”和“高基础”复合增强子中的分布。
f， 每个基础可及性类别中的增强子数量。
g，比较与每类增强子相关的菌株之间的基序评分的MAGGIE基序突变分析。“基序突变”是指一种菌株相对于比较菌株的基序分数降低。热图 P 值是指 LPS 非响应菌株中相对于响应菌株的基序分数。
h，在从用LPS处理的小鼠中分离出的CB6F1 / J Kupffer细胞中进行的顺式和反式增强子分析与顺式和反式增强子分析的三个增强子类别的重叠;第 < 3 页× 10–24（基础状态与顺式/反式调节关联的 Pearson 卡方 P 值）。
02
研究结论
系统分析A/J、BALB/cJ和C57BL/6J小鼠Kupffer细胞的转录组和调控格局，NSG嵌合体和F1杂交小鼠揭示了稳态条件下自然遗传变异的显性反式效应和对LPS反应的显性顺式效应。由此产生的转录组学和基因组数据集是进一步了解遗传变异影响组织驻留巨噬细胞表型的机制以及对巨噬细胞发挥致病或保护作用的疾病的易感性的宝贵资源。
好了，今天的文献解读就到这儿来，我们下期再见！如果你正在开展临床研究.需要方案设计.数据管理. 数据分析等支持.也随时可以联系我们。
